НОВЫЙ СПОСОБ МОДЕЛИРОВАНИЯ ХИРУРГИЧЕСКОЙ РАНЫ В ЭКСПЕРИМЕНТЕ

1

• Авторы
• Файлы

Афиногенов Г.Е. Пострелов Н.А. Смирнов О.А. Афиногенова А.Г. Кольцов А.И. Статья в формате PDF 130 KB

Для осуществления эксперимента в условиях, приближенных к клиническим, необходимо создание модели хирургической раны со всеми обязательными для нее составляющими, такими как травмирование тканей, наличие девитализированных тканей, гематом, сером, послойное зашивание шовными нитями, ишемизация тканей швами, контаминация различными видами патогенных микроорганизмов.

Известные способы моделирования хирургической раны в эксперименте [Житнюк И.Д., 1967; Фурманов Ю.А., Горшевикова Э.В., Адамян А.А. и др., 1985; Воленко А.В., 1989; Шалимов С.А., Радзиховский А.П., Кейсевич Л.П., 1989; Edlish R.F., Panek P.H., Rodeheaver G.T. et all., 1973; Sharp V.V., Belden T.A., King P.H. et all., 1982] имеют определенные недостатки, влияющие на достоверность полученных результатов, особенно при качественном и количественном учете их микробной контаминации.

Предлагаемый нами способ создания модели хирургической раны (Патент на изобретение RU 2195709 C1 7 G 09 B 23/28 от 27 декабря 2002 года) позволяет максимально уменьшить ее контаминацию во время проведения эксперимента и тем самым повысить достоверность полученных результатов микробиологических исследований.

Для моделирования хирургической раны использовали пoлoвoзрелых самцов морских свинок весом 250-300 г. Все лабораторные животные поступали из одного источника; выдерживались в условиях карантина в течение 2-х недель перед проведением исследований и получали стандартную лабораторную пищу (каши на воде, овощи, фрукты) и питье (воду и молоко). Идентичный рацион и режим питания соблюдался на протяжении всего эксперимента. Наркоз при проведении оперативного вмешательства осуществлялся введением внутрибрюшинно наркотической смеси, состоящей из 0,5 мл 2% раствора промедола, 0,25 мл 2% раствора аминазина и 0,5 мл 1% раствора димедрола (качественный и количественный состав наркотической смеси подобран эмпирическим путем). Подготовку к операции проводили путем освобождения от шерсти участка кожи в лопаточной области с одной стороны размером 6,0х2,0 см и обработкой операционного поля 1% спиртовым раствором йода. Раствор йода более высокой концентрации проникает через кожный покров, окрашивая мышцы, и, по нашему мнению, влияет на «чистоту» опыта, вызывая химический ожог тканей. В асептических условиях в паравертебральной области морской свинке скальпелем наносили линейную кожную рану длиной 5,0 см. Для создания раневого канала производили прокол подкожной основы (подкожной жировой клетчатки, мышечного слоя) через всю ее толщу иглой Дюфо, через которую проводили шовную нить и параллельно ей тонкую иглу длиной 90 мм (игла инъекционная для шприцев типа «Рекорд» 1 А 1-0,8х90-1 15). Далее игла Дюфо, создавшая раневой канал, удалялась. Из вновь созданного раневого канала производили удаление тонкой иглы с одновременным введением в него с помощью шприца 0,1 мл физиологического раствора с монокультурой тест-микроорганизма или микробной ассоциацией. Нить в раневом канале фиксировали узловым швом поверх слоя подкожной основы. Кожную рану зашивали одиночными швами с интервалом 1,0 см друг от друга и закрывали нанесением пленки СБВ-14. В послеоперационном периоде проводили динамическое наблюдение за состоянием кожной раны. В сроки, определяемые задачей, поставленной перед проведением исследований, животных выводили из эксперимента. В асептических условиях иссекали участок тканей с моделью раневого канала. После поверхностной промывки исследуемого фрагмента стерильным физиологическим раствором производили его рассечение по ходу раневого канала и взятие биоптата ткани дна раны для качественной и количественной оценки микробной контаминации раневого канала. Гистологическому исследованию подвергали стенку раневого канала и ткани на расстоянии 5,0 мм и 15,0 мм вокруг него для изучения глубины распространения и степени выраженности воспалительной реакции паравульнарных тканей, которую оценивали по общепринятой 5-бальной шкале.

Моделирование хирургической раны предложенным нами способом позволяет избежать дополнительной контаминации ее поверхности возбудителями нозокомиальных инфекций в результате отсутствия контакта раневой поверхности с окружающей средой, а также произвести ее контаминацию строго регламентированными дозами патогенных микроорганизмов и их ассоциаций, что положительно влияет на достоверность всех показателей микробиологических исследований. При этом сохраняются все составляющие клинической хирургической раны, такие как нанесение мягким тканям дозированной травмы; наличие в раневом канале девитализированных тканей, гематом и сером после удаления из него толстой иглы; контаминация раневого канала различными штаммами патогенных микроорганизмов и их ассоциаций и, особенно, послойное зашивание раны шовной нитью с формированием узла подкожно поверх мягкотканной основы, при котором не происходит потери массы шовного материала и сохраняется ишемизация швом паравульнарных тканей. Предлагаемый нами способ моделирования хирургической раны универсален и может быть воспроизведен на любых экспериментальных животных в любой части их тела. Локализация раневого канала, его протяженность и степень микробной контаминации зависят от заданных условий эксперимента.

---