ТУЧНЫЕ КЛЕТКИ ЭНДОМЕТРИЯ МАТКИ КРЫС В СИСТЕМЕ ЕЕ БИОАМИНОВОГО ОБМЕНА

1

• Авторы
• Резюме
• Файлы

Диндяев С.В. С помощью микроспектральных флуоресцентно-гистохимических методов в тучных клетках эндометрия тела и шейки матки крыс дифференцированы гистамин, серотонин и катехоламины. Определено содержание указанных моноаминов в различные фазы пoлoвoго цикла. Тучные клетки шейки матки по сравнению с ее телом хаpaктеризуются более высоким уровнем моноаминов. Содержания катехоламинов и серотонина в точках зондирования хаpaктеризуются высокой степенью линейной корреляции во все стадии пoлoвoго цикла. Установлена высокая степень положительного хроносопряжения динамики изменений содержания гистамина в тучных клетках и эпителиоцитах эндометрия. Предполагается, что тучные клетки выступают в качестве регулятора биоаминового обмена в эндометрии в течение пoлoвoго цикла. Статья в формате PDF 132 KB

Матка имеет сложную систему регуляции, которая включает филогенетически древние и молодые механизмы управления процессов морфогенеза и функциональной активности. Эффективность первых из них во многом определяется тучными клетками, одним из важнейших структурных компонентов которых являются гранулы с моноаминами. Биогенные амины, обладающие широким спектром биологических эффектов [3], представляют собой важное звено в системе нейрогумopaльной регуляции функций матки [1, 7]. В то же время отсутствуют данные о динамике биоаминов в тучных клетках эндометрия в различные фазы пoлoвoго цикла.

Цель работы: дифференцировать и определить содержание катехоламинов, серотонина и гистамина в тучных клетках эндометрия тела и шейки матки крыс в процессе пoлoвoго цикла

Материал и методы исследования

Работа выполнена на 120 интактных самках крыс репродуктивного возраста в осенне-зимний период, которые были распределены на группы по стадиям пoлoвoго цикла: ранний эструс, поздний эструс, метаэструс, ранний диэструс, поздний диэструс, проэструс. Животных выводили из опыта в соответствии с «Правилами проведения работ с использованием экспериментальных животных» (приказ Минвуза от 13.11.1984 г № 724). Срезы тела матки толщиной 20 мкм изготавливались на криостате.

Методы исследования:  флуоресцентно - гистохимические методы Фалька-Хилларпа в модификации для выявления катехоламинов и серотонина, метод Кросса-Эвана-Роста для дифференцировки гистамина [3, 4]; окраска альциановым синим-сафранином в прописи Дезаго [3].

Концентрацию биоаминов определяли в условных единицах шкалы регистратора с помощью люминесцентного микроскопа ЛЮМАМ-И3 с фотометрической насадкой ФМЭЛ-1А. Методом точечного счета и линейного интегрирования определялось количество флуоресцирующих тучных клеток (ТФ) и количество клеток, окрашенных в прописи Дезаго (ТО), на стандартную площадь [2]. Статистический компьютерный анализ осуществляли с помощью электронных таблиц Excel. Достоверность различий при сравнении величин определялась с помощью критерия Стьюдента. Для выявления и анализа сопряжений изменения параметров в динамике пoлoвoго цикла применялись линейный корреляционный анализ Пирсона (r) и ранговый корреляционный анализ Спирмена (R). Критический уровень значимости при проверке статистических гипотез принимался равным 0,05.

Результаты исследования и их обсуждение

Тучные клетки эндометрия матки, которые не загружены гепарином (по результатам окраски в прописи Дезаго), имеют флуоресцирующую зеленовато-желтым цветом зернистость. Располагаются они преимущественно поодиночке. Некоторые тканевые базофилы обнаруживаются под эпителием или непосредственно в нем, единичные - в составе содержимого просвета матки. Наибольшее количество флуоресцирующих тучных клеток в слизистой оболочке тела матки наблюдается в поздний диэструс, в шейке - в проэструс. Минимум этого показателя в обеих исследуемых частях матки отмечается в метаэструс.

Микроспектрофлуориметрически в тучных клетках нами дифференцированы серотонин, гистамин и катехоламины. Полученные результаты подтверждают немногочисленные литературные данные о наличии в тучных клетках матки гистамина [5] и серотонина [6, 10]. Сведений о присутствии катехоламинов в тканевых базофилах матки нам не удалось найти.

В теле матки наименьшие концентрации серотонина и катехоламинов отмечаются в стадии раннего и позднего эструса, в шейке - в стадию метаэструса (рис. 1). Максимальное содержание указанных моноаминов в тканевых базофилах слизистой оболочки обеих исследуемых частей матки выявлено в стадию проэструса. В эту же стадию отмечается наибольший уровень гистамина в тканевых базофилах эндометрия тела матки. В шейке матки максимум этого показателя приходится на ранний эструс, минимум его в обоих регионах - на метаэструс.

 

Рис. 1. Динамика содержания биоаминов в тучных клетках эндометрия тела (т) и шейки (ш) матки крыс в течение пoлoвoго цикла (р.э. - ранний эструс, п.э. - поздний эструс, мет. - метаэструс, р.д. - ранний диэструс, п.д. - поздний диэструс, пр. - проэструс, КТ - катехоламины, СТ - серотонин, ГТ - гистамин)

Статистический анализ демонстрирует достоверно более высокие показатели содержания исследуемых моноаминов в тучных клетках шейки матки по сравнению с ее телом в течение пoлoвoго цикла. По данным рангового корреляционного анализа изменения уровня гистамина в тучных клетках слизистой оболочки тела и шейки матки хаpaктеризуются высокой степенью положительного хроносопряжения в течение пoлoвoго цикла (рис. 2).

тело матки

шейка матки

Рис. 2. Схема ранговых корреляционных связей параметров оценки биоаминпозитивных структур эндометрия тела (т) и шейки (ш) матки крыс в течение пoлoвoго цикла (КТ - содержание катехоламинов в тучных клетках, СТ - содержание серотонина в тучных клетках, ГТ - содержание гистамина в тучных клетках, ТФ - количество флуоресцирующих тучных клеток, ТО - количество тучных клеток, выявляемых по прописи Дезаго, ГП - содержание гистамина в покровных эпителиоцитах, ГЖ - содержание гистамина в железистых эпителиоцитах, ГС - содержание гистамина в содержимом просвета матки.)

Общепризнанным является положеие, что тканевые базофилы служат посредниками между нервной и гумopaльной системами организма с одной стороны и «рабочими» клетками органов с другой, осуществляя гомеостатическую функцию по отношению к биогенным аминам [3]. Нами установлено, что на протяжении всего пoлoвoго цикла сохраняется высокая степень тесноты положительной линейной связи между количеством серотонина и катехоламинов в тканевых базофилах эндометрия по точкам зондирования (r = 0,89-0,98). Этот факт свидетельствует о стремлении к сбалансированности гистогенетических процессов в слизистой оболочки матки в течение пoлoвoго цикла. Дисбаланс концентраций моноаминов может быть одной из причин патологии эндометрия.

Расположение тканевых базофилов под эпителиями определяет их роль в морфогенетических процессах в этих тканях, как в норме, так и при патологии [8]. В настоящее время установлено, что гистамин участвует в стимулированной эстрогенами пролиферации эпителиоцитов эндометрия [4]. Предполагается участие тканевых базофилов в реализации действия эстрогенов на эпителий матки [5]. По данным рангового корреляционного анализа нами установлена высокая степень положительного хроносопряжения динамики изменений содержания гистамина в тканевых базофилах и клетках железистого и покровного эпителия эндометрия тела и шейки матки (рис. 2). Вероятно, тучные клетки являются одним из основных источников гистамина в эндометрии. Имеются данные, что и эпителиоциты эндометрия могут секретировать этот моноамин [11].

Таким образом, выделяя в межклеточное вещество и поглощая из него невостребованные «рабочими» клетками биогенные амины, трaнcпортируя и инактивируя их, тучные клетки выступают в качестве регулятора биоаминового обмена в эндометрии. В результате они адаптируют фон биоаминового окружения эффекторных структур матки к конкретной рабочей ситуации, связанной с пoлoвым циклом.

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ:

1. Абрамченко В.В., Капленко О.В. Адренергические средства в акушерской пpaктике. СПб., ТОО ТК «Петрополис», 2000. 272 с.
2. Виноградов С.Ю. //Архив анатомии. 1984. Т. 87. № 8. С. 74.
3. Гордон Д.С., Сергеева В.Е., Зеленова И.Г. Нейромедиаторы лимфоидных органов. Л.: Наука, 1982. 128 с.
4. Gunin A. //European J. of Obstetrics & Gynecology and Reproductive Biology. 1995. Vol. 60. P. 69.
5. Gunin A.G., Sharov A.A. //Journal of Reproduction and Fertility. 1998. 113. P.61.
6. Horiuchi A., Nikaido T., Ya-Li Z. et al. //Mol. Hum. Reprod. 1999. Vol.5. №2. P.139.
7. Martins E.Jr., Ferreira A.C., Skorupa A.L. et al. //J. Leukoc. Biol. 2004. V. 75. №6. P. 1116.
8. Mori A., Zhai Y.L., Toki T. et al. //Hum. Reprod. 1997. V. 12. № 2. P. 368.
9. Nakano K., Takamatsu S. //Nippon Yakurigaku Zasshi. 2001. V.118. № 1. P. 15.
10. Rudolph M.I., Rojas I.G., ***si A.B. //Biocell. 2004. V.28. №1. P. 1.
11. Zhao X., Ma W., Das S.K. et al. //Development. 2000. Vol. 127. № 12. P. 2643.

---